CRISPR donne un bon exemple des difficultés d’exploitation systématique de wikipedia / dbpedia.
Prenons une référence internationale : le Broad Institute (MIT-Harvard) :
Q: What is “CRISPR”?
A: “CRISPR” (pronounced “crisper”) stands
for Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats, which are the
hallmark of a bacterial defense system that forms the basis for CRISPR-Cas9
genome editing technology. In the field of genome engineering, the term
“CRISPR” or “CRISPR-Cas9” is often used loosely to refer to the various
CRISPR-Cas9 and -CPF1, (and other) systems that can be programmed to target
specific stretches of genetic code and to edit DNA at precise locations, as
well as for other purposes, such as for new diagnostic tools. With these
systems, researchers can permanently modify genes in living cells and organisms
and, in the future, may make it possible to correct mutations at precise
locations in the human genome in order to treat genetic causes of disease.
Other systems are now available, such as CRISPR-Cas13’s, that target RNA
provide alternate avenues for use, and with unique characteristics that have
been leveraged for sensitive diagnostic tools, such as SHERLOCK.
Q: Where do CRISPRs come from?
A: CRISPRs were first discovered in archaea (and later in bacteria) by
Francisco Mojica, a scientist at the University of Alicante in Spain. He
proposed that CRISPRs serve as part of the bacterial immune system, defending
against invading viruses. They consist of repeating sequences of genetic code,
interrupted by “spacer” sequences – remnants of genetic code from past
invaders. The system serves as a genetic memory that helps the cell detect and
destroy invaders (called “bacteriophage”) when they return. Mojica’s theory was
experimentally demonstrated in 2007 by a team of scientists led by Philippe
Horvath.
In January 2013, the Zhang lab published the first method to
engineer CRISPR to edit the genome in mouse and human cells.
For more on many of the scientists and
teams who contributed to the understanding and development of the CRISPR system
from the initial discovery to the first demonstrations of CRISPR-mediated
genome editing, visit our CRISPR timeline.
Q: How does the system work?
A: CRISPR “spacer” sequences are
transcribed into short RNA sequences (“CRISPR RNAs” or “crRNAs”) capable of
guiding the system to matching sequences of DNA. When the target DNA is found,
Cas9 – one of the enzymes produced by the CRISPR system – binds to the DNA and
cuts it, shutting the targeted gene off. Using modified versions of Cas9,
researchers can activate gene expression instead of cutting the DNA. These
techniques allow researchers to study the gene’s function.
Research also suggests that CRISPR-Cas9
can be used to target and modify “typos” in the three-billion-letter sequence
of the human genome in an effort to treat genetic disease.
Q: How does CRISPR-Cas9 compare to
other genome editing tools?
A: CRISPR-Cas9 is proving to be an
efficient and customizable alternative to other existing genome editing tools.
Since the CRISPR-Cas9 system itself is capable of cutting DNA strands, CRISPRs
do not need to be paired with separate cleaving enzymes as other tools do. They
can also easily be matched with tailor-made “guide” RNA (gRNA) sequences
designed to lead them to their DNA targets. Tens of thousands of such gRNA
sequences have already been created and are available to the research
community. CRISPR-Cas9 can also be used to target multiple genes
simultaneously, which is another advantage that sets it apart from other
gene-editing tools.
Q: How does CRISPR-Cpf1 differ from
CRISPR-Cas9?
CRISPR-Cpf1 differs in several important
ways from the previously described Cas9, with significant implications for
research and therapeutics.
First, in its natural form, the
DNA-cutting enzyme Cas9 forms a complex with two small RNAs, both of which are
required for the cutting activity. The Cpf1 system is simpler in that it
requires only a single RNA. The Cpf1 enzyme is also smaller than the standard
SpCas9, making it easier to deliver into cells and tissues.
Second, and perhaps most significantly,
Cpf1 cuts DNA in a different manner than Cas9. When the Cas9 complex cuts DNA,
it cuts both strands at the same place, leaving ‘blunt ends’ that often undergo
mutations as they are rejoined. With the Cpf1 complex the cuts in the two
strands are offset, leaving short overhangs on the exposed ends. This is
expected to help with precise insertion, allowing researchers to integrate a
piece of DNA more efficiently and accurately.
Third, Cpf1 cuts far away from the
recognition site, meaning that even if the targeted gene becomes mutated at the
cut site, it can likely still be re-cut, allowing multiple opportunities for
correct editing to occur.
Fourth, the Cpf1 system provides new
flexibility in choosing target sites. Like Cas9, the Cpf1 complex must first
attach to a short sequence known as a PAM, and targets must be chosen that are
adjacent to naturally occurring PAM sequences. The Cpf1 complex recognizes very
different PAM sequences from those of Cas9. This could be an advantage in
targeting, for example, the malaria parasite genome and even the human genome.
Q: What other scientific uses might
CRISPR have beyond genome editing?
A: CRISPR genome editing allows scientists
to quickly create cell and animal models, which researchers can use to accelerate research into diseases such as
cancer and mental illness. In addition, CRISPR is now being developed as a
rapid diagnostic. To help encourage this type of research worldwide, Feng Zhang
and his team have trained thousands of researchers in the use of CRISPR genome
editing technology through direct education and by sharing more than 40,000
CRISPR components with academic laboratories around the world.
selon lequel donc un usage fondamental de
CRISPR est de construire des modèles animaux. Ce point de vue est accrédité
par :
Depuis 2012, les chercheurs du monde entier peuvent
ainsi disposer de systèmes CRISPR Cas9 « sur mesure ». S’ils
souhaitent inactiver un gène, il leur suffit de produire l’ARN guide capable
d’interagir de façon spécifique à la fois avec une partie de la séquence cible
dans le génome et avec la nucléase. Dans ce contexte, les entreprises de
biotechnologie proposent un grand nombre de séquences validées, associées à la cas9
ainsi que les vecteurs permettant leur introduction dans les cellules. Quand la
nucléase entre en jeu, sa coupure dans le double brin d’ADN active alors un
système d’auto-réparation, inné à toutes les cellules. Celles-ci s’évertuent à
recoller les morceaux au moyen de bases de substitution. Mais elles
introduisent ainsi généralement des erreurs dans la séquence, avec pour effet
de rendre le gène touché inopérant. S’il code pour une enzyme, un récepteur ou
un canal, ceux-ci disparaissent ainsi de la cellule. « C’est le
meilleur moyen de comprendre leur fonction », explique Jacques
Pouyssegur, directeur de recherches émérite à l’IRCAN (Institut de Recherche
sur le Cancer et le Vieillissement, Nice). Tout au long de sa carrière, il a
croisé génétique et biologie moléculaire dans l’espoir d’éclaircir les
phénomènes mis en jeu dans le cancer et ainsi de découvrir et valider de
nouvelles cibles pour des médicaments.
Pour lui, utiliser aujourd’hui CRISPR Cas9
relève « de l’évidence ». Son équipe, a induit en près
de quatre ans des « pannes » sur plus de 25 gènes.
Les chercheurs se sont intéressés en particulier au métabolisme des cellules
cancéreuses. « Elles fabriquent beaucoup d’acide lactique,
qu’elles doivent ensuite excréter grâce à un transporteur », précise
Jacques Pouyssegur. Pour suivre la cadence, il leur faut davantage de
transporteurs disponibles que dans une cellule saine. Les scientifiques ont
donc utilisé CRISPR Cas9 pour mettre hors service le « passeur » d’acide
lactique, appelé MCT1. Or cela n’a pas influencé la croissance tumorale. Ce
résultat posait problème, car l’utilisation d’une molécule inhibitrice du
transporteur, en revanche, montrait un arrêt de l’expansion de la tumeur. « C’est
ce qu’on appelle un effet off-target (effet secondaire). L’inhibiteur devait en
réalité se fixer ailleurs que sur MCT1 », décrypte le directeur de
recherche émérite. Son équipe a donc dirigé CRISPR Cas9 sur une variante du
transporteur, MCT4. « Avec un double KO, sur MCT1 et sur MCT4, les
cellules tumorales stoppent leur croissance, une action que l’on peu reproduire
depuis peu avec de nouveaux inhibiteurs spécifiques révèle Jacques
Pouyssegur.
En revanche, il n’est pas question selon lui de
mettre au point des thérapies à tout-va, intervenant directement dans le génome
avec le système CRISPR Cas9. « Nous disposons d’un outil
extraordinaire pour la recherche fondamentale. Il nous permet de valider très
facilement des cibles pertinentes pour l’élaboration de nouveaux
médicaments », souligne-t-il. Des chercheurs de l’Institut de
Pharmacologie Moléculaire et Cellulaire (IPMC), également mobilisés sur
certains mécanismes du cancer du poumon, reconnaissent « la
puissance de cet outil du génie génétique ». « CRISPR Cas9
présente un potentiel fantastique pour la recherche, avec un niveau de
simplification remarquable, au point d’être déjà devenu un instrument
courant », remarque le Dr Pascal Barbry, directeur de l’IPMC et de
l’équipe « physiologie génomique des eucaryotes ». Au
sein du laboratoire, Bernard Mari s’intéresse en particulier à la « matière
noire » du génome présente dans les cellules tumorales
pulmonaires.
Ici on oppose clairement
l’utilisation directe de CRISPR (intervention sur le génome humain) vs
l’utilisation fondamentale (compréhension sur un modèle animal) en vue de mise
au point d’approche thérapeutique (médicaments).
Confortant
encore ce point de vue, les CRISPR sont
utilisés aussi sur des human organoid :
Combining organoid systems with CRISPR–Cas9
genome editing broadens the applications of the organoid system in many ways. For example, this
system has been used to model monogenic disorders such as CF. Human gut
organoids with F508del, causing misfolded CFTR channel protein that leads to
rapid degradation, were precisely corrected into the normal sequence by
CRISPR–Cas9; the engineered organoids with the corrected CFTR amino acid
sequence showed restored channel activity of CFTR in vitro133, showing
the causal relationship between the mutation and disease
phenotype, as well as the possibility of using a similar strategy to generate
autologous organoids for transplantation. CRISPR–Cas9 technology has also
been employed to identify and introduce oncogenic driver mutations to normal
epithelial organoids. Two groups have independently reported the minimum set of
mutations that can closely model a metastatic human colon cancer134,135.
Simultaneous knockout of multiple genes or conditional gene knockout strategies
have also been developed for AdSC-derived organoids and for PSCs that can be
used for PSC-derived organoids136,137,138.
CRISPR gRNA library screening analysis has been performed in multiple labs to
maximize the utility of human organoids in genetic studies139,140.
These developments in genetic engineering, combined with human PSC and human
organoid technologies, have opened new opportunities for studies of human
genetics, as it is possible to perform genetic experiments in small human organ
models that closely reflect human physiology.
https://www.nature.com/articles/s41580-020-0259-3
Conclusion : CRISPR sert à
la construction de modèles, en vue de l’établissement de stratégies thérapeutiques, sûrement pas à des manipulations génétique douteuse (sur l’homme
s’entend).
Prenons l’article wikipedia en français :
Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats
En génétique, les Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats (« Courtes répétitions palindromiques groupées et régulièrement espacées »), plus fréquemment désignées sous le nom de CRISPR (acronyme prononcé /ˈkrɪspəʳ/), sont des familles de séquences répétées dans l'ADN. Une telle famille se caractérise par des séries de répétitions directes courtes (de 21 à 37 paires de bases) et régulièrement espacées par des séquences appelées « spacer », généralement uniques, de 20 à 40 paires de bases.
Le système CRISPR-Cas9, d'abord utilisé pour typer des souches de bactéries est récemment
devenu un outil de génie génétique à fort potentiel1. CRISPR-Cas9 est notamment utilisé comme ciseau moléculaire afin
d'introduire des modifications locales du génome (manipulations souvent qualifiées d'édition génomique) de nombreux organismes
modèles.
Sommaire
·
1Première observation et redécouvertes successives
·
2Répartition dans le monde vivant
·
4Rôles
o 4.1Rôle « immunitaire » du système CRISPR-Cas
§ 4.1.1Mécanismes moléculaires
·
5Utilisation en biologie moléculaire
·
6Annexes
Première observation et redécouvertes
successives[modifier | modifier le code]
Cette structure répétée a été observée pour la première
fois par Yoshizumi Ishino2 en 1987 chez Escherichia coli. Elle a ensuite été
décrite plusieurs fois sous différents noms :
·
LCTR pour Long Clusters of Tandem Repeats. Deux de
ces régions sont associées à des LCTR (typique des Archæa) ce qui supporte l’idée que ces
LCTR soient impliqués dans le transfert de gènes3 ;
·
SPIDR pour Spacer
Interspaced Direct Repeats4 ;
·
TREP pour Tandem
REPeats5 ;
·
DVR pour Direct Variable Repeats6 ;
·
SRSR pour Short Regularly Spaced Repeats7.
Un article de Juan Francisco Martínez Mojica de 20007 démontre que toutes
les descriptions précédentes n'étaient que des facettes d'une seule et même
entité. En 2002, Jansen décide, avec l'accord du groupe de Mojica, de clarifier
la nomenclature en créant l'acronyme CRISPR8.
Si la séquence répétée est bien conservée au sein d'un
organisme, le nombre d'unités au sein d'un train, le nombre de trains et même
la présence de trains sont des quantités hautement variables d'une lignée à une
autre9. De fait, les CRISPR ont
été utilisés pour typer des souches bactériennes, une technique appelée spoligotypage10,11.
Répartition dans le monde vivant[modifier | modifier le code]
Ces répétitions se rencontrent dans les lignées d'archées et de bactéries, mais n'ont pas encore
été observées chez les eucaryotes. Chez les virus, il a été montré que des bactériophages codent le système
CRISPR-Cas12. Les CRISPR pourraient
être la famille de répétition la plus largement répandue dans le monde vivant7, avec un peu moins de la
moitié des organismes séquencés porteurs de ce type de répétitions (sur plus de
200 génomes testés à la fin de 200513). Les régions CRISPR
occupent la quasi-totalité du génome archéen (soit plus de 99 % du génome
chez les archées analysées) et près de la moitié du génome bactérien14, concernant aussi bien
les bactéries à Gram+ que les bactéries
à Gram-15. Certains plasmides
d'archées sont porteurs de CRISPR homologues de ceux portés par l'organisme
hôte. C'est le cas par exemple de Sulfolobus et du plasmide pNOB816,17. Certains auteurs ont
signalé la présence de CRISPR dans l'ADN mitochondrial (Flamand, 1992)[réf. à
confirmer], mais ces résultats n'ont pas pu être reproduits.
Structure[modifier | modifier le code]
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d'être recyclée (août 2015).
Une réorganisation et une clarification du contenu sont nécessaires. Améliorez-lediscutez des points à
améliorer
Les locus CRISPR sont caractérisés par une alternance de
répétitions directes ou « direct repeats »
(c'est-à-dire toutes orientées dans le même sens de lecture), courtes (de 21 à
37 paires de bases) et régulièrement espacées par des séquences appelées
« spacers », généralement uniques,
de 20 à 40 paires de bases. Les séquences nucléotidiques et la longueur des
locus CRISPR sont conservées pour une même espèce, mais varient d'une espèce à
l'autre4,18. Les locus CRISPR sont
généralement adjacents aux gènes cas (pour « CRISPR associated »)18, dont ils sont séparés par une
séquence de 300 à 500 paires de bases, appelée séquence « leader »8.
Les premiers éléments sur la façon dont la structure
CRISPR elle-même (c'est-à-dire la portion constituée de la succession de direct repeats et de spacers)
évolue ont été fournis par le travail de Pourcel et al.19. Ce travail, portant sur
les locus CRISPR de Yersinia pestis, a montré que
l'acquisition de nouveaux spacers était
polarisée, alors que la perte d'un ou plusieurs « spacers »
pouvait survenir tout au long du locus CRISPR. L'acquisition survient de façon
adjacente au leader. Le leader est conservé dans la lignée mais pas
entre les lignées4.
Gènes cas[modifier | modifier le code]
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améliorer
Rencontrés uniquement dans les génomes porteurs de CRISPR,
les gènes cas sont généralement situés à proximité des locus
CRISPR. Dès 2005, au moins 45 familles de gènes de ce type ont été
décrites. Les 4 premières étant strictement associées13. Le plus important de
ces gènes est cas1, présent dans presque tous les complexes
CRISPR-Cas (parfois notés CRISPR/Cas). La distribution sporadique des
sous-types CRISPR-Cas suggère plusieurs évènements de transferts horizontaux au
cours de l'évolution microbienne. Les systèmes CRISPR-Cas peuvent être très
étendus (jusqu'à 20 gènes différents) et semblent présenter des schémas
différents d'une lignée à l'autre, qui ne se retrouvent que dans un nombre très
limité d'espèces. Les gènes cas repérés chez des organismes
hyperthermophiles ont d'abord été vus comme jouant un rôle de réparation de
l'ADN17.
Rôles[modifier | modifier le code]
Si les fonctions des CRISPR n'ont pas encore été
clairement identifiées, un certain nombre d'hypothèses ont été avancées :
·
les CRISPR sont impliqués dans la répartition des copies de
génomes au cours de la division (expériences menées sur Haloferax mediterranei5). Des similitudes avec
certains mécanismes de partition de plasmides suggèrent que les CRISPR sont des
analogues des séquences de partitionnement bactériennes. Sans être vital pour
la cellule puisque certaines lignées en sont dépourvues7 ;
·
les CRISPR ont un rôle de perturbateur chromosomique en
permettant des recombinaisons et sont impliqués dans le système de restauration
chromosomique à la suite d'un réarrangement7 : il a été montré qu'il
y a une relation forte entre les CRISPR et les réarrangements20. Le motif répété faciliterait
les recombinaisons ;
·
deux de ces régions sont associées à des LCTR (typiques
des Archæa) ce qui supporte l’idée que ces LCTR sont impliqués dans
le transfert de gènes3. Nelson a proposé que les
CRISPR sont associés à l'origine de réplication et jouent un rôle dans le processus de réplication
du chromosome (il a placé le
nucléotide 1 comme étant le premier d'un CRISPR) ;
·
chez les archées, site de fixation pour la formation de nucléosomes (enroulement de l’ADN
autour de protéines similaires à des histones) permettant de protéger l’ADN ou
de réguler l’expression génique21 ;
·
ces séquences forment des structures secondaires (épingles,
Z-DNA et H-DNA) ayant des fonctions de régulation ou de protection21.
Rôle « immunitaire » du système CRISPR-Cas[modifier | modifier le code]
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Une réorganisation et une clarification du contenu sont nécessaires. Améliorez-lediscutez des points à
améliorer
En 2005, on observe que les séquences de certains spacers sont
identiques à celles de certains éléments génétiques mobiles, notamment de virus et de plasmides22,19,23.
En mars 2007, l'équipe de Philippe Horvath a montré que
l'exposition de cellules porteuses de CRISPR à des phages entraîne l'apparition de nouveaux intervalles, que ces
intervalles dérivent du matériel génomique des phages et que le retrait ou
l'ajout de ces intervalles modifie la résistance des bactéries face aux phages24.
Le système CRISPR-Cas (CASS) est un mécanisme de défense
contre les phages et plasmides invasifs,
fonctionnant d'une manière analogue à celle du système ARNi des eucaryotes. En intégrant des
fragments de gènes étrangers dans des parties non codantes de leur chromosomes,
archées ou bactéries acquièrent une résistance aux phages et plasmides. Il
s'agit donc d'une forme de système immunitaire héritable par
transmission aux cellules filles, permettant aux archées et aux bactéries de
s'adapter rapidement à l'évolution des phages et des plasmides8,22,19,25. En 2020, une étude
explicite comment des marqueurs dérivés des génomes des différents virus
rencontrés s'accumulent d'une manière chronologiquement ordonnée (à la manière
d'un « enregistreur ADN ») dans la région CRISPR de leur génome26. C'est la phase
d’immunisation. S'ensuit une immunité : les protéines Cas utilisent ces
informations pour reconnaitre et désactiver tout virus de signature déjà connue27.
Il a été montré que les phages pouvaient contourner le
système CRISPR-Cas via des gènes spécifiques28.
Les systèmes CRISPR-Cas observés chez les bactéries et les
archées d'une part et le système ARNi observé chez les
eucaryotes d'autre part ne semblent pas dériver d'un ancêtre commun. Ils ne
sont donc pas homologues.
Mécanismes moléculaires[modifier | modifier
le code]
Les systèmes CRISPR utilisent les gènes cas1 et cas2 qui
sont impliqués dans l'intégration, en tant que spacer de
fragments de gènes étrangers dans le CRISPR.
Trois types de systèmes CRISPR-Cas sont connus29 :
·
les systèmes de types I, utilisent un complexe Cascade pour
cliver les transcrits de CRISPR au niveau
des épingles. Lorsqu'un complexe Cascade/spacer s'associe
à un ADN cible (reconnaissance par hybridations)
il recrute la protéine Cas3 qui clive un brin de l'ADN
cible ;
·
les systèmes de types II, utilisent la RNAse III pour séparer
les répétitions des transcrits. La protéine Cas9 s'associe avec un fragment de transcrit et, lors de la
reconnaissance d'un ADN cible, Cas9 clive les 2 brins de cet ADN ;
·
les systèmes de type III, utilisent la protéine Cas6 pour cliver
les transcrits de CRISPR au niveau
des épingles, les segments de transcrits
obtenus s'associent avec un complexe Cas10. Ce système requiert qu'il y ait
transcription de l'ADN cible, le complexe Cas10/spacer clive alors
un brin de l'ADN cible (brin non transcrit), ainsi que l'ARN en cours de
transcription.
Utilisation en biologie moléculaire[modifier | modifier le code]
Article détaillé : Cas9.
Le système CRISPR-Cas9, notamment tel que développé par la chercheuse française Emmanuelle Charpentier sur
la base d'une idée qu'elle a eue à Vienne au début des années 2000 (qui l'a
fait pressentir pour le prix Nobel 20151) est depuis les années 2010 devenu un outil de
génie génétique révolutionnaire permettant de modifier plus facilement et plus
précisément les séquences d’ADN. Il pourrait à terme contribuer à éliminer
certaines maladies, mais suscite des questions d'éthique médicale et environnementale quant à l'eugénisme et aux conséquences
environnementales de la manipulation du génome, quand cet outil est appliqué à
des cellules héréditaires30,31.
CRISPR Therapeutics, jeune entreprise cofondée par
Emmanuelle Charpentier pour breveter et développer cet outil est devenue l'une
des sociétés de biotechnologies précliniques les plus richement financés dans
le monde, mais est en conflit concernant le brevetage de cette technologie32,1. En avril 2016
Charpentier a présenté dans le journal Nature une nouvelle
version, encore plus performante d'utilisation du CRISPR1.
La technique d'édition de génome CRISPR-Cas9 a été
découverte par l'équipe de la chercheuse française Emmanuelle Charpentier aidée
par la professeure américaine Jennifer Doudna. Elle a été par la suite
développée à partir de 2012 par plusieurs chercheurs, dont notamment le
biologiste moléculaire Feng Zhang, du Broad Institute (en) (associé à Harvard et au MIT). Berkeley conteste devant une commission d'appel du United States Patent and
Trademark Office le brevet accordé au Broad Institute pour cette
découverte 33. Le 15 février 2017, l'United States Patent and
Trademark Office a considéré que les brevets déposés par le Broad
Institute sur l'usage de CRISPR/Cas9 dans le cas de cellules eucaryotes étaient valides.
Pour autant, les revendications de l'Université de Berkeley (à l'origine des dépôts de brevets de Jennifer Doudna et d'Emmanuelle Charpentier)
quant à l'emploi de CRISPR/Cas9 sur tous types de matériel génétique (y compris
les cellules eucaryotes) n'ont pas été rejetées34,35. En janvier 2018, l'Office européen des
brevets a révoqué un des principaux brevets concernant
CRISPR-Cas9 déposé (et accepté dans un premier temps) par le Broad Institute.
Ce dernier a fait appel de la décision36.
Questionnement éthique[modifier | modifier
le code]
Un certain nombre de scientifiques et d'autres personnalités
ont lancé un appel pour une éthique de la conservation sans le pilotage des
gènes, considérant que cette technique détient le potentiel de transformer
absolument le monde de la nature et les rapports des humains avec celui-ci. Ce
qui revient à proposer délibérément l’extinction comme outil37.
Le congrès mondial de la nature de septembre 2016 a voté
une motion demandant à la directrice générale et aux commissions de l'UICN d'évaluer « de toute urgence les incidences des
techniques de forçage génétique et d'autres
techniques apparentées et leurs effets possibles sur la conservation et
l'utilisation durable de la diversité biologique, ainsi que le partage
équitable des avantages découlant des ressources génétiques, afin que l'UICN
élabore des orientations sur ce thème, tout en s'abstenant de soutenir ou
d'approuver des activités de recherche, y compris des essais sur le terrain,
portant sur l'utilisation de techniques de forçage génétique à des fins de
conservation ou autres tant que cette évaluation n'aura pas été réalisée »38
Culture populaire[modifier | modifier le code]
·
Le système CRISPR-cas9 est à la base de l'expérience ratée du
film Rampage :
Hors de contrôle.
Ça commence bien : CRISPR-Cas9 est notamment utilisé comme
ciseau moléculaire afin d'introduire des modifications locales du génome (manipulations souvent
qualifiées d'édition
génomique) de
nombreux organismes modèles.
Mais
la partie vraiment intéressante, utilisation en biologie moléculaire, est
massacrée (considération visiblement polémique autour de ‘nos chercheuses’,
hors sujet).
Coté
anglais à présent : pour faire court, on mentionne juste l’intro et la
partie applicative :
intro :
CRISPR (/ˈkrɪspər/) (clustered regularly
interspaced short palindromic repeats) is a family of DNA sequences found in the genomes of prokaryotic organisms such as bacteria and archaea.[2] These sequences are derived
from DNA fragments of bacteriophages that had previously infected
the prokaryote. They are used to detect and destroy DNA from similar
bacteriophages during subsequent infections. Hence these sequences play a key
role in the antiviral (i.e. anti-phage) defense system of prokaryotes.[2]
The CRISPR-Cas system is a prokaryotic immune system that confers resistance to foreign genetic elements such as those present within plasmids and phages[4][5][6] and provides a form of acquired immunity. RNA harboring the spacer sequence helps Cas (CRISPR-associated) proteins recognize and cut foreign pathogenic DNA. Other RNA-guided Cas proteins cut foreign RNA.[7] CRISPR are found in approximately 50% of sequenced bacterial genomes and nearly 90% of sequenced archaea.[8]
Cas9 (or "CRISPR-associated
protein 9") is an enzyme that uses CRISPR sequences as a
guide to recognize and cleave specific strands of DNA that are complementary to
the CRISPR sequence. Cas9 enzymes together with CRISPR sequences form the basis
of a technology known as CRISPR-Cas9 that can be used to edit
genes within organisms.[9] This editing process has a
wide variety of applications including basic biological research, development
of biotechnology products, and treatment of
diseases.[10][11] The CRISPR-Cas9 genome
editing technique was a significant contributor to the Nobel
Prize in Chemistry in
2020 being awarded to Emmanuelle
Charpentier and Jennifer Doudna.[12][13]
Applications[edit]
CRISPR gene editing[edit]
Main
article: CRISPR gene editing
CRISPR
technology has been applied in the food and farming industries to engineer
probiotic cultures and to immunize industrial cultures (for yogurt, for
instance) against infections. It is also being used in crops to enhance yield,
drought tolerance and nutritional value.[170]
By
the end of 2014 some 1000 research papers had been published that mentioned
CRISPR.[171][172] The technology had been used
to functionally inactivate genes in human cell lines and cells, to study Candida albicans, to modify yeasts used to make biofuels and to genetically
modify crop strains.[172] CRISPR can also be used to
change mosquitos so they cannot transmit diseases such as malaria.[173] CRISPR-based approaches
utilizing Cas12a have recently been utilized in the successful modification of
a broad number of plant species.[174]
In
July 2019, CRISPR was used to experimentally treat a patient with a genetic
disorder. The patient was a 34-year-old woman with sickle
cell disease.[175]
In
February 2020, progress was made on HIV treatments with 60-80% of the DNA
removed in mice and some being completely free from the virus after edits
involving both CRISPR and LASER ART. [176]
In
March 2020, CRISPR-modified virus was injected into a patient's eye in an
attempt to treat Leber congenital amaurosis.[177]
In
the future, CRISPR gene editing could potentially be used to create new species
or revive extinct species from closely related ones.[178]
CRISPR-based
re-evaluations of claims for gene-disease relationships have led to the discovery
of potentially important anomalies.[179]
On voit que sorti de l’expression basic biological research, on ne trouvera rien sur
la recherche fonctionnelle / model discutée ci-dessus.
Il est intéressant de constater que dans les applications
il n’est mention que d’expérience animal / plante, et à peu près rien sur la
thérapeutique humaine (et pour cause !).
Du coup, le lien de type CRISPR -> modèle peut-il
malgré tout être vu dans Wikipédia / dbpedia ?
Oui, en cherchant bien :
Animal_disease_model ->(link) Genetic_engineering
->(link) CRISPR
(et réciproquement sur
wikipedia, pas dbpedia !)
Ici on parle de link pas de hiérarchie de type dbc,
sachant que les liens depuis Animal_disease_model se comptent en centaine, de même pour
Genetic_engineering.
Coté
dbpedia, le lien se fait bien via Genetic_engineering, mais dans un seul
sens ! L’article Genetic_engineering mentionne
dans l’abstract explicitement l’utilisation de modèle animal (donc
génétiquement modifié) [ In research GMOs are used to
study gene function and expression through loss of function, gain of function,
tracking and expression experiments. By knocking out genes responsible for certain
conditions it is possible to create animal model organisms of human diseases] à fin thérapeutique, mais on ne trouve pas le lien à
Animal_disease_model !
On
note que aucune mention d’organoid n’apparait dans CRISPR ou Genetic_engineering…
Conclusion
: les trous dans le graphe, et la mention uniquement vernaculaire (texte de
Wikipédia, en français seulement !, abstract dans dbpedia) de faits
essentiels concernant le concept CRISPR suggère que le travail d’analyse
vernaculaire est indispensable. On ne peut guère se reposer sur le graphe
wikipedia. En revanche les introductions, française ou anglaise (la version
française est souvent plus claire !, l’esprit de Descartes sans doute),
sont à lire avec attention.
